Curso de Cultivo Celular

Clase 1 • Fundamentos de Biología Celular para el Cultivo

Cubre la estructura celular, la función de los orgánulos y los requisitos de crecimiento relevantes para el trabajo in vitro. Proporciona la justificación biológica detrás de cada decisión de cultivo que se toma más adelante.

Clase 2 • Principios de la Técnica Aséptica

Presenta las fuentes de contaminación, la dinámica del flujo de aire y las prácticas de comportamiento que previenen el ingreso microbiano. Constituye la base conductual para cada procedimiento práctico del curso.

Clase 3 • Historia y Alcance del Cultivo Celular

Recorre el desarrollo desde los primeros explantes de tejido hasta los sistemas 3D modernos. Contextualiza por qué surgieron prácticas estandarizadas y cómo moldean los flujos de trabajo actuales.

Clase 1 • Preparación y Control de Calidad de Medios

Cubre la filtración estéril, el ajuste de pH, la alícuota y las pruebas de vida útil de los medios preparados. Conecta las prácticas de CC con la confiabilidad experimental posterior.

Clase 2 • Antibióticos y Antifúngicos en Medios

Evalúa el uso apropiado, las concentraciones y los riesgos de los agentes antimicrobianos en el cultivo. Aborda los riesgos de dependencia y cuándo se prefiere el cultivo sin antibióticos.

Clase 3 • Formulaciones de Medios Especializadas y Personalizadas

Presenta medios específicos para órganos, para cultivo 3D y químicamente definidos para aplicaciones avanzadas. Prepara a los estudiantes para adaptar formulaciones a tipos celulares no estándar.

Clase 4 • Suero y Suplementos Libres de Suero

Compara formulaciones con suero y definidas libres de suero, incluyendo factores de crecimiento y hormonas. Orienta la selección en función de la reproducibilidad experimental y consideraciones éticas.

Clase 1 • Tipos de Incubadoras y Principios de Funcionamiento

Compara incubadoras de CO2, tri-gas e hipóxicas y sus mecanismos de control interno. Alinea la selección de la incubadora con las demandas de oxígeno y CO2 de tipos celulares específicos.

Clase 2 • Registros de Mantenimiento y Calibración de Equipos

Establece cronogramas de mantenimiento preventivo, documentación de calibración y respuesta ante fallas de equipos. Vincula los registros adecuados con el cumplimiento normativo y la integridad de los datos.

Clase 3 • Uso de Centrífuga y Microscopio

Enseña el equilibrio adecuado de la centrífuga, la selección de velocidad y el cuidado del rotor, junto con microscopía básica para la evaluación del cultivo. Integra el uso del equipo en el flujo de trabajo diario del cultivo.

Clase 4 • Regulación de la Fase Gaseosa y el pH

Explica el equilibrio del tampón de CO2 y bicarbonato y su efecto en la estabilidad del pH del medio. Enseña rutinas de calibración y monitoreo para mantener el pH fisiológico.

Clase 1 • Obtención y Autenticación de Líneas Celulares

Cubre la adquisición de repositorios, el perfil STR y las pruebas de micoplasma para garantizar la identidad. Previene el uso de líneas mal identificadas o contaminadas cruzadamente en experimentos.

Clase 2 • Técnicas de Aislamiento de Células Primarias

Presenta la digestión enzimática, la disociación mecánica y la separación por gradiente de densidad para células derivadas de tejidos. Conecta la elección del método de aislamiento con la viabilidad y pureza celular posteriores.

Clase 3 • Subcultivo y Pasaje de Rutina

Enseña la tripsinización, el recuento celular, el cálculo de la densidad de siembra y el registro de pasajes. Establece hábitos de pasaje coherentes que preservan el fenotipo celular a lo largo del tiempo.

Clase 4 • Criopreservación y Banco de Células

Detalla la selección de crioprotectores, la congelación a velocidad controlada y los protocolos de almacenamiento en nitrógeno líquido. Asegura que los estudiantes puedan construir y recuperar bancos de células de trabajo y maestros.

Clase 1 • Detección y Eliminación de Micoplasma

Cubre PCR, tinción con DAPI y métodos de kits comerciales para el cribado de micoplasma. Aborda las estrategias de eliminación y los protocolos de cuarentena para cultivos positivos.

Clase 2 • Fuentes de Contaminación Química y Cruzada

Identifica endotoxinas, lixiviación de plastificantes y arrastre de reactivos como riesgos de contaminación no microbiana. Conecta la identificación de la fuente de contaminación con cambios correctivos de materiales o procesos.

Clase 3 • Reconocimiento de Contaminación Microbiana

Identifica signos visuales y microscópicos de contaminación bacteriana, fúngica y por levaduras en cultivos. Entrena el reconocimiento rápido para minimizar la pérdida experimental y la propagación de la contaminación cruzada.

Clase 4 • Métodos de Descontaminación y Desinfección

Compara el autoclave, los desinfectantes químicos, la irradiación UV y el calor seco para la esterilización de superficies y materiales. Orienta la selección según la compatibilidad del material y los datos de eficacia.

Clase 1 • Principios y Métodos de Ensayos de Viabilidad

Compara la exclusión con azul de tripán, los ensayos metabólicos y los colorantes de integridad de membrana para la medición de viabilidad. Vincula la elección del ensayo con los requisitos de sensibilidad y las necesidades de rendimiento.

Clase 2 • Verificación de Identidad y Fenotipo Celular

Utiliza inmunofluorescencia, marcadores de citometría de flujo y ensayos funcionales para confirmar la identidad celular. Previene que la deriva fenotípica invalide las conclusiones experimentales.

Clase 3 • Proliferación y Análisis de Curva de Crecimiento

Cubre el cálculo del tiempo de duplicación, la construcción de curvas de crecimiento y el seguimiento del nivel de duplicación poblacional. Proporciona puntos de referencia cuantitativos para detectar la deriva fenotípica a lo largo de los pasajes.

Clase 4 • Ensayos de Apoptosis y Muerte Celular

Presenta los ensayos de anexina V, actividad de caspasas y TUNEL para distinguir la apoptosis de la necrosis. Conecta la identificación de la vía de muerte con la interpretación experimental y la resolución de problemas.

Clase 1 • Transducción con Vectores Virales

Cubre la producción, titulación y protocolos de transducción de vectores lentivirales, adenovirales y AAV. Aborda los requisitos de bioseguridad y las consideraciones de tropismo para la selección de vectores.

Clase 2 • Métodos Físicos de Transfección

Presenta la electroporación, la nucleofección y la microinyección como enfoques de entrega física. Aborda la optimización de parámetros para células primarias y en suspensión difíciles de transfectar.

Clase 3 • Edición del Genoma con CRISPR-Cas9 en Cultivo

Aplica la entrega de CRISPR-Cas9, el diseño de ARN guía y la validación de la eficiencia de edición en células cultivadas. Conecta los flujos de trabajo de confirmación de edición con los estudios funcionales posteriores.

Clase 4 • Principios de la Entrega de Genes

Explica las barreras para la entrada de ácidos nucleicos y cómo los métodos físicos, químicos y virales las superan. Enmarca la comprensión del mecanismo de entrega como base para la selección del método.

Clase 1 • Cultivo en Suspensión y en Biorreactor

Cubre configuraciones de biorreactores de tanque agitado, de onda y de fibra hueca para células en suspensión y adherentes. Aborda las estrategias de agitación, aireación y alimentación para cultivos de alta densidad.

Clase 2 • Modelos de Cultivo Tridimensional

Compara esferoides, organoides y sistemas basados en andamios para determinar su relevancia fisiológica frente a las monocapas 2D. Orienta la selección del modelo en función de la pregunta de investigación y la compatibilidad con ensayos posteriores.

Clase 3 • Buenas Prácticas de Fabricación en Cultivo Celular

Presenta la documentación GMP, el control de cambios y los requisitos de registro de lotes para cultivo celular regulado. Prepara a los estudiantes para operar dentro de sistemas de gestión de calidad para productos basados en células.

Clase 4 • Sistemas Microfluídicos y de Órgano en Chip

Presenta el diseño de dispositivos microfluídicos, parámetros de flujo y configuraciones de co-cultivo multiorgánico. Posiciona estas plataformas como puentes entre el cultivo celular y la fisiología in vivo.