Formation en techniques de laboratoire vétérinaire

Leçon 1 • Équipement et instrumentation de laboratoire

Présente les instruments de base utilisés tout au long du cours. Les étudiants gagnent en confiance dans l'utilisation, l'étalonnage et l'entretien des outils de laboratoire essentiels.

Leçon 2 • Manipulation des échantillons et chaîne de traçabilité

Enseigne la réception, l'étiquetage et le suivi appropriés des échantillons animaux. Une chaîne de traçabilité précise garantit l'intégrité des résultats et la conformité réglementaire.

Leçon 3 • Sécurité de laboratoire et contrôle des risques

Couvre les risques biologiques, chimiques et physiques spécifiques aux laboratoires vétérinaires. Fournit les bases de sécurité nécessaires à tous les travaux pratiques ultérieurs.

Leçon 1 • Morphologie des érythrocytes et des leucocytes

Forme à la reconnaissance de la morphologie normale et anormale des globules rouges et blancs chez différentes espèces. Les résultats morphologiques guident l'interprétation clinique.

Leçon 2 • Techniques de prélèvement sanguin par espèce

Couvre les sites de ponction veineuse et les méthodes de contention pour les espèces domestiques et exotiques courantes. Une bonne collecte prévient l'hémolyse et garantit la qualité de l'échantillon.

Leçon 3 • Bases des tests de coagulation

Présente le temps de prothrombine, le temps de céphaline activée et les dosages du fibrinogène. Les résultats sont interprétés dans le contexte des troubles de la coagulation.

Leçon 4 • Préparation et coloration manuelles du frottis sanguin

Enseigne la technique du frottis en coin, la fixation et les méthodes de coloration de Romanowsky. Des frottis de qualité sont essentiels pour des numérations différentielles précises.

Leçon 1 • Dosages endocriniens et spécialisés

Présente les dosages de la thyroxine, du cortisol et de l'insuline à l'aide de plateformes immunologiques. Les étudiants comprennent la sensibilité, la spécificité et la réactivité croisée des dosages.

Leçon 2 • Fonctionnement de l'analyseur de chimie automatisé

Enseigne la configuration de l'instrument, le chargement des réactifs, l'étalonnage et les contrôles qualité. Les étudiants dépannent les erreurs courantes de l'analyseur et signalent les résultats invalides.

Leçon 3 • Dosages des électrolytes, du glucose et des protéines

Couvre les méthodes par électrodes sélectives, les dosages colorimétriques du glucose et la quantification des protéines. Ces analytes sont essentiels pour l'évaluation métabolique et nutritionnelle.

Leçon 4 • Bilans hépatique et rénal

Se concentre sur les dosages mesurant les enzymes hépatiques, la bilirubine, l'urée et la créatinine. Les étudiants corrèlent les profils d'analytes avec le dysfonctionnement des organes chez différentes espèces.

Leçon 1 • Examen physique et chimique de l'urine

Enseigne l'interprétation de la couleur, de la turbidité, de la densité et de la bandelette réactive. Les résultats du dépistage chimique guident les priorités de l'examen du sédiment.

Leçon 2 • Rapport protéines urinaires/créatinine

Couvre la mesure quantitative des protéines et le calcul du rapport UPC pour la stadification de la protéinurie rénale. Les résultats sont interprétés parallèlement aux données du sédiment et de la pression artérielle.

Leçon 3 • Collecte et conservation de l'urine

Couvre les méthodes de cystocentèse, de cathétérisme et de miction libre par espèce. La méthode de collecte affecte directement la validité des résultats du sédiment et de la culture.

Leçon 1 • Test de sensibilité aux antimicrobiens

Enseigne les méthodes de diffusion sur disque et de microdilution en bouillon pour déterminer la CMI et les catégories de sensibilité. Les résultats guident la sélection rationnelle des antimicrobiens dans les cas cliniques.

Leçon 2 • Technique aseptique et préparation des milieux

Établit des pratiques de travail stériles et enseigne la préparation des milieux de culture courants. La technique aseptique prévient la contamination qui invalide les résultats de culture.

Leçon 3 • Coloration de Gram et identification préliminaire

Enseigne la procédure de coloration de Gram et son interprétation pour une classification préliminaire rapide des organismes. Les résultats de la coloration de Gram orientent la sélection du milieu et les décisions thérapeutiques.

Leçon 4 • Méthodes biochimiques et d'identification rapide

Couvre les tests catalase, oxydase, coagulase et l'utilisation de panels d'identification commerciaux. Les étudiants confirment l'identité de l'organisme avant les tests de sensibilité.

Leçon 5 • Inoculation et incubation des échantillons

Couvre la technique de l'étalement en quadrant, la sélection des milieux sélectifs et les conditions d'incubation. Le choix correct du milieu et de l'atmosphère maximise la récupération des agents pathogènes.

Leçon 1 • Numération des œufs fécaux et culture larvaire

Enseigne la méthode quantitative de comptage des œufs (McMaster) et la culture larvaire pour le typage. La numération des œufs guide le traitement anthelminthique et la surveillance de la résistance.

Leçon 2 • Techniques d'examen des selles

Couvre les méthodes de frottis direct, de flottation et de sédimentation pour détecter les parasites gastro-intestinaux. Le choix de la méthode dépend de la densité et de la morphologie du parasite.

Leçon 3 • Détection des parasites sanguins

Couvre l'examen des frottis sanguins épais et minces et les techniques de concentration pour les hémoparasites. Les étudiants identifient morphologiquement Babesia, Anaplasma et les microfilaires.

Leçon 4 • Détection et identification des protozoaires

Couvre la détection de Giardia, Cryptosporidium, Tritrichomonas et des coccidies par microscopie et tests antigéniques. L'identification des protozoaires nécessite des méthodes de coloration et de concentration spécifiques.

Leçon 1 • Traitement histologique et coupe

Enseigne le traitement des tissus, l'inclusion en paraffine, la coupe au microtome et la coloration H&E. Les étudiants produisent des coupes d'épaisseur constante adaptées à l'examen par le pathologiste.

Leçon 2 • Fixation et soumission des tissus pour histopathologie

Couvre les ratios de fixation au formol, le parage des tissus et l'emballage approprié pour la soumission. Une fixation correcte est obligatoire pour un diagnostic histopathologique valide.

Leçon 3 • Interprétation cytologique systématique

Présente une approche structurée pour évaluer la cellularité, le fond et les populations cellulaires. Les étudiants classent les échantillons comme inflammatoires, hyperplasiques ou néoplasiques.

Leçon 4 • Méthodes de collecte d'échantillons cytologiques

Couvre les techniques de ponction à l'aiguille fine, d'empreinte et d'écouvillonnage pour divers types de tissus. La méthode de collecte détermine le rendement cellulaire et la pertinence diagnostique.

Leçon 1 • Contrôle qualité en PCR et prévention de la contamination

Établit les contrôles, la séparation des zones de travail et les pratiques de décontamination essentiels pour des résultats PCR fiables. La contamination est la principale cause de faux positifs en PCR.

Leçon 2 • Principes d'extraction des acides nucléiques

Couvre l'extraction de l'ADN et de l'ARN à partir du sang, des tissus, des écouvillons et des selles à l'aide de méthodes sur colonne et à billes magnétiques. La qualité de l'extraction détermine directement la sensibilité de la PCR.

Leçon 3 • PCR conventionnelle et en temps réel

Enseigne la préparation du mélange réactionnel de PCR, la programmation du thermocycleur et l'électrophorèse sur gel pour la PCR conventionnelle. La PCR en temps réel ajoute la quantification et réduit le risque de contamination.

Leçon 4 • Séquençage et méthodes moléculaires avancées

Présente le séquençage Sanger, les concepts de séquençage de nouvelle génération et le MALDI-TOF pour l'identification moléculaire. Les étudiants comprennent quand les méthodes avancées apportent une valeur ajoutée au diagnostic.