Formation en culture cellulaire

Leçon 1 • Notions essentielles de biologie cellulaire pour la culture

Couvre la structure cellulaire, la fonction des organites et les exigences de croissance pertinentes pour le travail in vitro. Fournit la justification biologique derrière chaque décision de culture prise ultérieurement.

Leçon 2 • Principes de la technique aseptique

Présente les sources de contamination, la dynamique des flux d'air et les pratiques comportementales qui empêchent l'entrée de microbes. Constitue le fondement comportemental de chaque procédure pratique du cours.

Leçon 3 • Histoire et champ d'application de la culture cellulaire

Retrace le développement des premiers explants tissulaires aux systèmes 3D modernes. Contextualise pourquoi des pratiques standardisées ont émergé et comment elles façonnent les flux de travail actuels.

Leçon 1 • Préparation des milieux et contrôle qualité

Couvre la filtration stérile, l'ajustement du pH, l'aliquote et les tests de durée de conservation des milieux préparés. Relie les pratiques de CQ à la fiabilité expérimentale en aval.

Leçon 2 • Antibiotiques et antifongiques dans les milieux

Évalue l'utilisation appropriée, les concentrations et les risques des agents antimicrobiens en culture. Aborde les risques de dépendance et quand la culture sans antibiotiques est préférée.

Leçon 3 • Formulations de milieux spécialisées et sur mesure

Présente les milieux spécifiques à un organe, pour culture 3D et chimiquement définis pour des applications avancées. Prépare les étudiants à adapter les formulations à des types cellulaires non standard.

Leçon 4 • Sérums et suppléments sans sérum

Compare les formulations contenant du sérum et les formulations définies sans sérum, y compris les facteurs de croissance et les hormones. Guide la sélection en fonction de la reproductibilité expérimentale et des considérations éthiques.

Leçon 1 • Types d'incubateurs et principes de fonctionnement

Compare les incubateurs à CO2, tri-gaz et hypoxiques et leurs mécanismes de contrôle internes. Aligne la sélection de l'incubateur sur les besoins en oxygène et CO2 de types cellulaires spécifiques.

Leçon 2 • Maintenance des équipements et journaux d'étalonnage

Établit les calendriers de maintenance préventive, la documentation d'étalonnage et la réponse aux pannes d'équipement. Relie les enregistrements appropriés à la conformité réglementaire et à l'intégrité des données.

Leçon 3 • Utilisation de la centrifugeuse et du microscope

Enseigne l'équilibrage correct de la centrifugeuse, la sélection de la vitesse et l'entretien du rotor, ainsi que la microscopie de base pour l'évaluation de la culture. Intègre l'utilisation de l'équipement dans le flux de travail quotidien de la culture.

Leçon 4 • Régulation de la phase gazeuse et du pH

Explique l'équilibre de tamponnation CO2-bicarbonate et son effet sur la stabilité du pH du milieu. Enseigne les routines d'étalonnage et de surveillance pour maintenir un pH physiologique.

Leçon 1 • Obtention et authentification des lignées cellulaires

Couvre l'acquisition auprès de banques, le profilage STR et les tests de mycoplasmes pour l'assurance d'identité. Empêche l'utilisation de lignées mal identifiées ou contaminées de manière croisée dans les expériences.

Leçon 2 • Techniques d'isolement des cellules primaires

Présente la digestion enzymatique, la dissociation mécanique et la séparation par gradient de densité pour les cellules dérivées de tissus. Relie le choix de la méthode d'isolement à la viabilité et à la pureté cellulaires en aval.

Leçon 3 • Sous-culture et repiquage de routine

Enseigne la trypsinisation, le comptage cellulaire, le calcul de la densité de semis et l'enregistrement des repiquages. Établit des habitudes de repiquage cohérentes qui préservent le phénotype cellulaire dans le temps.

Leçon 4 • Cryoconservation et banques de cellules

Détaille la sélection des cryoprotecteurs, la congélation à vitesse contrôlée et les protocoles de stockage dans l'azote liquide. Garantit que les étudiants peuvent constituer et récupérer des banques de cellules de travail et maîtresses.

Leçon 1 • Détection et élimination des mycoplasmes

Couvre la PCR, la coloration DAPI et les méthodes de kits commerciaux pour le dépistage des mycoplasmes. Aborde les stratégies d'élimination et les protocoles de quarantaine pour les cultures positives.

Leçon 2 • Sources de contamination chimique et croisée

Identifie les endotoxines, le lessivage des plastifiants et le report de réactifs comme risques de contamination non microbienne. Relie l'identification de la source de contamination aux changements correctifs de matériaux ou de processus.

Leçon 3 • Reconnaissance de la contamination microbienne

Identifie les signes visuels et microscopiques de contamination bactérienne, fongique et par levures dans les cultures. Forme à la reconnaissance rapide pour minimiser les pertes expérimentales et la propagation de la contamination croisée.

Leçon 4 • Méthodes de décontamination et de désinfection

Compare l'autoclavage, les désinfectants chimiques, l'irradiation UV et la chaleur sèche pour la stérilisation des surfaces et des matériaux. Guide la sélection en fonction de la compatibilité des matériaux et des données d'efficacité.

Leçon 1 • Principes et méthodes des tests de viabilité

Compare l'exclusion au bleu trypan, les tests métaboliques et les colorants d'intégrité membranaire pour la mesure de la viabilité. Relie le choix du test aux exigences de sensibilité et aux besoins de débit.

Leçon 2 • Vérification de l'identité et du phénotype cellulaires

Utilise l'immunofluorescence, les marqueurs de cytométrie en flux et les tests fonctionnels pour confirmer l'identité cellulaire. Empêche la dérive phénotypique d'invalider les conclusions expérimentales.

Leçon 3 • Prolifération et analyse de la courbe de croissance

Couvre le calcul du temps de doublement, la construction de la courbe de croissance et le suivi du niveau de doublement de la population. Fournit des repères quantitatifs pour détecter la dérive phénotypique au fil des passages.

Leçon 4 • Tests d'apoptose et de mort cellulaire

Présente les tests d'annexine V, d'activité caspase et TUNEL pour distinguer l'apoptose de la nécrose. Relie l'identification de la voie de mort à l'interprétation expérimentale et au dépannage.

Leçon 1 • Transduction par vecteurs viraux

Couvre la production, la titration et les protocoles de transduction des vecteurs lentiviraux, adénoviraux et AAV. Aborde les exigences de biosécurité et les considérations de tropisme pour la sélection du vecteur.

Leçon 2 • Méthodes de transfection physique

Présente l'électroporation, la nucléofection et la micro-injection comme approches de délivrance physique. Aborde l'optimisation des paramètres pour les cellules primaires et en suspension difficiles à transfecter.

Leçon 3 • Édition du génome par CRISPR-Cas9 en culture

Applique la délivrance de CRISPR-Cas9, la conception d'ARN guide et la validation de l'efficacité d'édition dans les cellules cultivées. Relie les flux de travail de confirmation de l'édition aux études fonctionnelles en aval.

Leçon 4 • Principes de la délivrance de gènes

Explique les barrières à l'entrée des acides nucléiques et comment les méthodes physiques, chimiques et virales les surmontent. Cadre la compréhension du mécanisme de délivrance comme base pour la sélection de la méthode.

Leçon 1 • Culture en suspension et en bioréacteur

Couvre les configurations de bioréacteurs à réservoir agité, à ondes et à fibres creuses pour cellules en suspension et adhérentes. Aborde les stratégies d'agitation, d'aération et d'alimentation pour la culture à haute densité.

Leçon 2 • Modèles de culture tridimensionnelle

Compare les sphéroïdes, les organoïdes et les systèmes basés sur des échafaudages pour leur pertinence physiologique par rapport aux monocouches 2D. Guide la sélection du modèle en fonction de la question de recherche et de la compatibilité avec les tests en aval.

Leçon 3 • Bonnes pratiques de fabrication en culture cellulaire

Présente la documentation BPF, le contrôle des changements et les exigences relatives aux dossiers de lots pour la culture cellulaire réglementée. Prépare les étudiants à opérer dans des systèmes de gestion de la qualité pour les produits à base de cellules.

Leçon 4 • Systèmes microfluidiques et organes-sur-puce

Présente la conception de dispositifs microfluidiques, les paramètres de débit et les configurations de co-culture multi-organes. Positionne ces plateformes comme des ponts entre la culture cellulaire et la physiologie in vivo.