Kurs für tiermedizinische Labortechniken

Lektion 1 • Laboreinrichtungen und -instrumente

Führt die im gesamten Kurs verwendeten Kerninstrumente ein. Die Studierenden gewinnen Sicherheit im Bedienen, Kalibrieren und Warten wichtiger Laborwerkzeuge.

Lektion 2 • Probenhandhabung und Einhaltung der Beweismittelkette

Lehrt die ordnungsgemäße Annahme, Etikettierung und Verfolgung von tierischen Proben. Eine genaue Beweismittelkette gewährleistet die Ergebnisintegrität und die Einhaltung gesetzlicher Vorschriften.

Lektion 3 • Laborsicherheit und Gefahrenkontrolle

Behandelt biologische, chemische und physikalische Gefahren, die speziell in tierärztlichen Laboren auftreten. Bietet die Sicherheitsgrundlage, die für alle nachfolgenden praktischen Arbeiten erforderlich ist.

Lektion 1 • Erythrozyten- und Leukozytenmorphologie

Trainiert die Erkennung normaler und abnormaler Morphologien roter und weißer Blutkörperchen verschiedener Spezies. Morphologische Befunde leiten die klinische Interpretation.

Lektion 2 • Blutentnahmetechniken nach Spezies

Behandelt Venenpunktionsstellen und Zwangsmaßnahmen für gängige Haus- und Heimtierarten. Die ordnungsgemäße Entnahme verhindert Hämolyse und stellt die Probenqualität sicher.

Lektion 3 • Grundlagen der Gerinnungstestung

Führt Prothrombinzeit, aktivierte partielle Thromboplastinzeit und Fibrinogenassays ein. Die Ergebnisse werden im Zusammenhang mit Blutgerinnungsstörungen interpretiert.

Lektion 4 • Manuelle Anfertigung und Färbung von Blutausstrichen

Lehrt die Ausstrichtechnik mit Spreizkeil, Fixierung und Romanowsky-Färbemethoden. Qualitativ hochwertige Ausstriche sind für genaue Differenzialzellzählungen unerlässlich.

Lektion 1 • Endokrinologische und spezielle Assays

Führt Assays für Schilddrüsenhormon, Kortisol und Insulin unter Verwendung von Immunoassay-Plattformen ein. Die Studierenden verstehen Assay-Sensitivität, -Spezifität und -Kreuzreaktivität.

Lektion 2 • Betrieb automatischer Chemie-Analysegeräte

Lehrt Geräteeinrichtung, Reagenzbeladung, Kalibrierung und Qualitätskontrollläufe. Die Studierenden beheben gängige Analysegerätefehler und markieren ungültige Ergebnisse.

Lektion 3 • Elektrolyt-, Glukose- und Proteinassays

Behandelt ionenselektive Elektrodenmethoden, kolorimetrische Glukoseassays und Proteinquantifizierung. Diese Analyten sind für die metabolische und ernährungsbezogene Beurteilung kritisch.

Lektion 4 • Leber- und Nierenfunktionspanels

Konzentriert sich auf Assays zur Messung von Leberenzymen, Bilirubin, BUN und Kreatinin. Die Studierenden korrelieren Analytenmuster mit Organfunktionsstörungen verschiedener Spezies.

Lektion 1 • Physikalische und chemische Harnuntersuchung

Lehrt Farbe, Trübung, Spezifisches Gewicht und Interpretation von Teststreifen. Die Ergebnisse der chemischen Untersuchung leiten die Prioritäten der Sedimentuntersuchung.

Lektion 2 • Protein-Kreatinin-Quotient im Urin

Behandelt quantitative Proteinmessung und Berechnung des UPC-Quotienten für die Stadieneinteilung der renalen Proteinurie. Die Ergebnisse werden zusammen mit Sediment- und Blutdruckdaten interpretiert.

Lektion 3 • Urinsammlung und -konservierung

Behandelt Zystozentese, Katheterisierung und Mittelstrahl-Sammelmethoden nach Spezies. Die Sammelmethode beeinflusst direkt die Validität von Sediment- und Kulturergebnissen.

Lektion 1 • Antimikrobielle Empfindlichkeitsprüfung

Lehrt Plättchendiffusion und Bouillon-Mikrodilutionsmethoden zur Bestimmung von MHK und Empfindlichkeitskategorien. Die Ergebnisse leiten die rationale antimikrobielle Auswahl in klinischen Fällen.

Lektion 2 • Aseptische Technik und Nährmedienvorbereitung

Etabliert sterile Arbeitsweisen und lehrt die Vorbereitung gängiger Kulturmedien. Die aseptische Technik verhindert Kontaminationen, die Kulturergebnisse ungültig machen.

Lektion 3 • Gramfärbung und vorläufige Identifizierung

Lehrt das Verfahren der Gramfärbung und deren Interpretation zur schnellen vorläufigen Organismenklassifizierung. Die Ergebnisse der Gramfärbung leiten die Nährmedienauswahl und Behandlungsentscheidungen.

Lektion 4 • Biochemische und schnelle Identifikationsmethoden

Behandelt Katalase-, Oxidase-, Koagulasetests und die Verwendung kommerzieller Identifikationspanels. Die Studierenden bestätigen die Organismenidentität vor der Empfindlichkeitsprüfung.

Lektion 5 • Probeninokulation und Inkubation

Behandelt die Vereinzelungsausstrich-Technik, die Auswahl selektiver Nährmedien und Inkubationsbedingungen. Die richtige Wahl von Nährmedium und Atmosphäre maximiert die Erregerausbeute.

Lektion 1 • Fäkale Eizählung und Larvenkultur

Lehrt die quantitative McMaster-Eizählung und Larvenentwicklungskultur zur Artbestimmung. Eizahlen leiten die anthelminthische Behandlung und Resistenzüberwachung.

Lektion 2 • Kotuntersuchungstechniken

Behandelt direkten Ausstrich, Flotations- und Sedimentationsmethoden zum Nachweis gastrointestinaler Parasiten. Die Methodenauswahl hängt von der Parasitendichte und -morphologie ab.

Lektion 3 • Nachweis von Blutparasiten

Behandelt die Untersuchung von dickem und dünnem Blutausstrich sowie Konzentrationstechniken für Blutparasiten. Die Studierenden identifizieren Babesien, Anaplasmen und Mikrofilarien morphologisch.

Lektion 4 • Nachweis und Identifikation von Protozoen

Behandelt den Nachweis von Giardien, Kryptosporidien, Tritrichomonaden und Kokzidien mittels Mikroskopie und Antigentests. Die Identifikation von Protozoen erfordert spezifische Färbe- und Konzentrationsmethoden.

Lektion 1 • Histologische Aufarbeitung und Schnitterstellung

Lehrt Gewebeverarbeitung, Paraffineinbettung, Mikrotomschnitterstellung und Hämalaun-Eosin-Färbung. Die Studierenden stellen Schnitte mit konstanter Dicke her, die für die Begutachtung durch den Pathologen geeignet sind.

Lektion 2 • Histopathologische Gewebefixierung und -einsendung

Behandelt Formalinfixierungsverhältnisse, Gewebezuschnitt und ordnungsgemäße Einsendeverpackung. Die korrekte Fixierung ist für eine valide histopathologische Diagnose zwingend erforderlich.

Lektion 3 • Systematische zytologische Interpretation

Führt einen strukturierten Ansatz zur Beurteilung von Zellularität, Hintergrund und Zellpopulationen ein. Die Studierenden klassifizieren Proben als entzündlich, hyperplastisch oder neoplastisch.

Lektion 4 • Methoden der zytologischen Probengewinnung

Behandelt Feinnadelaspiration, Abdruckausstrich und Tupfertechniken für verschiedene Gewebetypen. Die Entnahmemethode bestimmt die Zellausbeute und diagnostische Eignung.

Lektion 1 • PCR-Qualitätskontrolle und Kontaminationsprävention

Etabliert Kontrollen, Arbeitsbereichstrennung und Dekontaminationspraktiken, die für verlässliche PCR-Ergebnisse unerlässlich sind. Kontamination ist die Hauptursache für falsch-positive PCR-Befunde.

Lektion 2 • Prinzipien der Nukleinsäureextraktion

Behandelt die Extraktion von DNA und RNA aus Blut, Gewebe, Tupfern und Kot mittels Säulen- und Magnetpartikelmethoden. Die Extraktionsqualität bestimmt direkt die Sensitivität der PCR.

Lektion 3 • Konventionelle und Real-Time-PCR

Lehrt die Vorbereitung des PCR-Master-Mixes, die Programmierung des Thermocyclers und die Gelelektrophorese für die konventionelle PCR. Die Real-Time-PCR bietet Quantifizierung und reduziertes Kontaminationsrisiko.

Lektion 4 • Sequenzierung und fortgeschrittene molekulare Methoden

Führt die Sanger-Sequenzierung, Konzepte des Next-Generation-Sequencing und MALDI-TOF zur molekularen Identifikation ein. Die Studierenden verstehen, wann fortgeschrittene Methoden einen diagnostischen Mehrwert bieten.