Corso di tecniche di laboratorio veterinario

Lezione 1 • Strumentazione e apparecchiatura di laboratorio

Introduce gli strumenti di base utilizzati durante tutto il corso. Gli studenti acquisiranno sicurezza nell'uso, nella calibrazione e nella manutenzione degli strumenti di laboratorio essenziali.

Lezione 2 • Gestione dei campioni e catena di custodia

Insegna la corretta accettazione, etichettatura e tracciabilità dei campioni animali. Una catena di custodia accurata garantisce l'integrità dei risultati e la conformità normativa.

Lezione 3 • Sicurezza in laboratorio e controllo dei pericoli

Tratta i pericoli biologici, chimici e fisici specifici dei laboratori veterinari. Fornisce le basi di sicurezza necessarie per tutto il successivo lavoro pratico.

Lezione 1 • Morfologia di eritrociti e leucociti

Allena al riconoscimento della morfologia normale e anomala dei globuli rossi e bianchi nelle diverse specie. I reperti morfologici guidano l'interpretazione clinica.

Lezione 2 • Tecniche di prelievo ematico per specie

Tratta i siti di venipuntura e i metodi di contenimento per le specie domestiche ed esotiche comuni. Un prelievo corretto previene l'emolisi e garantisce la qualità del campione.

Lezione 3 • Fondamenti dei test di coagulazione

Introduce il tempo di protrombina, il tempo di tromboplastina parziale attivata e i saggi del fibrinogeno. I risultati sono interpretati nel contesto dei disturbi emorragici.

Lezione 4 • Preparazione e colorazione manuale dello striscio ematico

Insegna la tecnica dello striscio a cuneo, la fissazione e i metodi di colorazione Romanowsky. Strisci di qualità sono essenziali per una conta differenziale cellulare accurata.

Lezione 1 • Saggi endocrini e specialistici

Introduce i saggi per ormoni tiroidei, cortisolo e insulina utilizzando piattaforme immunometriche. Gli studenti ne comprenderanno sensibilità (antibiogramma), specificità e reattività crociata.

Lezione 2 • Funzionamento dell'analizzatore automatico di chimica clinica

Insegna la configurazione dello strumento, il caricamento dei reagenti, la calibrazione e le corse di controllo qualità. Gli studenti risolveranno gli errori comuni dell'analizzatore e segnaleranno i risultati non validi.

Lezione 3 • Saggi per elettroliti, glucosio e proteine

Tratta i metodi con elettrodo iono-selettivo, i saggi colorimetrici per il glucosio e la quantificazione delle proteine. Questi analiti sono critici per la valutazione metabolica e nutrizionale.

Lezione 4 • Pannelli di funzionalità epatica e renale

Si concentra sui saggi che misurano gli enzimi epatici, la bilirubina, BUN e la creatinina. Gli studenti correleranno i profili degli analiti con la disfunzione d'organo nelle varie specie.

Lezione 1 • Esame fisico e chimico delle urine

Insegna la valutazione di colore, torbidità, peso specifico e l'interpretazione delle strisce reattive. I risultati dello screening chimico guidano le priorità dell'esame del sedimento.

Lezione 2 • Rapporto proteine/creatinina urinarie

Tratta la misurazione quantitativa delle proteine e il calcolo del rapporto UPC per la stadiazione della proteinuria renale. I risultati sono interpretati insieme ai dati del sedimento e della pressione sanguigna.

Lezione 3 • Raccolta e conservazione delle urine

Tratta i metodi di raccolta tramite cistocentesi, cateterismo e minzione spontanea per specie. Il metodo di raccolta influenza direttamente la validità dei risultati del sedimento e dell'urinocoltura.

Lezione 1 • Test di sensibilità antimicrobica

Insegna i metodi di diffusione su disco e microdiluizione in brodo per determinare MIC e categorie di sensibilità. I risultati guidano la scelta antimicrobica razionale nei casi clinici.

Lezione 2 • Tecnica asettica e preparazione dei terreni colturali

Stabilisce pratiche di lavoro sterili e insegna la preparazione dei terreni colturali comuni. La tecnica asettica previene la contaminazione che invalida i risultati della coltura.

Lezione 3 • Colorazione di Gram e identificazione preliminare

Insegna la procedura e l'interpretazione della colorazione di Gram per una rapida classificazione preliminare del microrganismo. I risultati della colorazione di Gram orientano la scelta del terreno e le decisioni terapeutiche.

Lezione 4 • Metodi di identificazione biochimici e rapidi

Tratta l'uso dei test per catalasi, ossidasi, coagulasi e dei pannelli di identificazione commerciali. Gli studenti confermeranno l'identità del microrganismo prima del test di sensibilità.

Lezione 5 • Inoculo e incubazione del campione

Tratta la tecnica di semina per striscio, la scelta dei terreni selettivi e le condizioni di incubazione. La scelta corretta di terreno e atmosfera massimizza il recupero dei patogeni.

Lezione 1 • Conta delle uova fecali e coltura larvale

Insegna la conta quantitativa delle uova con camera di McMaster e la coltura per lo sviluppo larvale ai fini della speciazione. La conta delle uova guida il trattamento antielmintico e il monitoraggio della resistenza.

Lezione 2 • Tecniche di esame fecale

Tratta i metodi dello striscio diretto, della flottazione e della sedimentazione per il rilevamento dei parassiti gastrointestinali. La scelta del metodo dipende dalla densità e dalla morfologia del parassita.

Lezione 3 • Rilevamento dei parassiti ematici

Tratta l'esame dello striscio ematico spesso e sottile e le tecniche di concentrazione per gli emoparassiti. Gli studenti identificheranno morfologicamente Babesia, Anaplasma e microfilarie.

Lezione 4 • Rilevamento e identificazione dei protozoi

Tratta il rilevamento di Giardia, Cryptosporidium, Tritrichomonas e coccidi mediante microscopia e test antigenici. L'identificazione dei protozoi richiede metodi specifici di colorazione e concentrazione.

Lezione 1 • Processazione e sezionamento istologico

Insegna la processazione dei tessuti, l'inclusione in paraffina, il sezionamento al microtomo e la colorazione E&E. Gli studenti produrranno sezioni di spessore costante, idonee per la revisione da parte dell'anatomopatologo.

Lezione 2 • Fissazione e conferimento di tessuti per istopatologia

Tratta i rapporti di fissazione in formalina, il taglio dei tessuti e il corretto imballaggio per il conferimento. Una fissazione corretta è obbligatoria per una diagnosi istopatologica valida.

Lezione 3 • Interpretazione citologica sistematica

Introduce un approccio strutturato alla valutazione di cellularità, fondo e popolazioni cellulari. Gli studenti classificheranno i campioni come infiammatori, iperplastici o neoplastici.

Lezione 4 • Metodi di raccolta dei campioni citologici

Tratta le tecniche di agoaspirato, striscio per apposizione e tampone per vari tipi di tessuto. Il metodo di raccolta determina la resa cellulare e l'adeguatezza diagnostica.

Lezione 1 • Controllo qualità della PCR e prevenzione della contaminazione

Stabilisce controlli, segregazione delle aree di lavoro e pratiche di decontaminazione essenziali per risultati PCR affidabili. La contaminazione è la principale causa di risultati PCR falsi positivi.

Lezione 2 • Principi di estrazione degli acidi nucleici

Tratta l'estrazione di DNA e RNA da sangue, tessuto, tamponi e feci utilizzando metodi con colonnina e biglie magnetiche. La qualità dell'estrazione determina direttamente la sensibilità della PCR.

Lezione 3 • PCR convenzionale e real-time

Insegna la preparazione della master mix per PCR, la programmazione del termociclatore e l'elettroforesi su gel per la PCR convenzionale. La PCR real-time aggiunge la quantificazione e riduce il rischio di contaminazione.

Lezione 4 • Sequenziamento e metodi molecolari avanzati

Introduce il sequenziamento Sanger, i concetti del sequenziamento di nuova generazione e il MALDI-TOF per l'identificazione molecolare. Gli studenti capiranno quando i metodi avanzati aggiungono valore diagnostico.