Corso di laboratorio di microbiologia

Lezione 1 • Livelli di biosicurezza e classificazioni

Definisce i criteri BSL-1 fino a BSL-4 e i requisiti di contenimento associati. Gli studenti applicano la corretta designazione BSL agli organismi utilizzati nei capitoli successivi.

Lezione 2 • Gestione dei rischi chimici e biologici

Affronta la manipolazione sicura di reagenti, coloranti e materiali a rischio biologico. Prepara gli studenti all'uso di sostanze chimiche nei capitoli sulla colorazione e sulla preparazione dei terreni di coltura.

Lezione 3 • Procedure di emergenza e segnalazione degli incidenti

Addestra alla risposta a incendi, fuoriuscite di sostanze chimiche ed esposizioni biologiche in laboratorio. Garantisce che gli studenti possano agire correttamente prima dell'arrivo dei soccorsi.

Lezione 4 • Disposizione e regole del laboratorio di microbiologia

Copre le zone fisiche, il flusso di traffico e i regolamenti affissi in un laboratorio di biosicurezza. Ancora tutto il successivo lavoro pratico a una consapevolezza spaziale conforme.

Lezione 1 • Componenti e funzioni del microscopio

Identifica ogni parte ottica e meccanica di un microscopio composto. Fornisce il vocabolario e la base concettuale per tutte le successive attività di microscopia.

Lezione 2 • Cura e manutenzione del microscopio

Copre la pulizia delle lenti, la conservazione e la risoluzione dei problemi comuni per i microscopi composti. Protegge la strumentazione e garantisce la qualità dell'immagine in tutti i laboratori futuri.

Lezione 3 • Calibrazione e misurazione al microscopio

Introduce la calibrazione del micrometro oculare e la stima delle dimensioni cellulari. Gli studenti quantificano le dimensioni microbiche per utilizzarle negli esercizi di identificazione.

Lezione 4 • Preparazioni a fresco e a goccia pendente

Dimostra la preparazione di campioni biologici vitali per l'osservazione della motilità e della morfologia. Collega le competenze di microscopia all'analisi del comportamento microbico in tempo reale.

Lezione 1 • Asepsi nel pipettaggio e nel trasferimento di liquidi

Introduce l'uso di pipette sierologiche e micropipette in condizioni asettiche. Prepara gli studenti alle serie di diluizioni e al lavoro con terreni liquidi nei capitoli successivi.

Lezione 2 • Metodi di inoculo in provetta e piastra

Copre le procedure di inoculo in brodo, su agar inclinato, agar profondo e piastre Petri. Gli studenti selezionano il contenitore e il metodo corretti per ogni obiettivo della coltura.

Lezione 3 • Tecniche con ansa e ago da inoculo

Insegna la flambatura, il raffreddamento e il trasferimento utilizzando anse e aghi da inoculo. Questi strumenti sono utilizzati in ogni successivo esercizio di coltura e isolamento.

Lezione 4 • Verifica del successo del trasferimento

Insegna controlli visivi e microscopici per confermare il successo dei trasferimenti asettici. Gli studenti sviluppano abitudini di autovalutazione critiche per risultati sperimentali affidabili.

Lezione 1 • Tipi di terreni microbiologici

Classifica i terreni in base allo stato fisico, al contenuto nutrizionale e alla selettività. Durante il corso, gli studenti abbinano il tipo di terreno allo scopo sperimentale.

Lezione 2 • Funzionamento dell'autoclave e sterilizzazione

Copre il caricamento dell'autoclave, i parametri del ciclo e la verifica post-ciclo. Gli studenti sterilizzano terreni e attrezzature in sicurezza e confermano la sterilità prima dell'uso.

Lezione 3 • Controllo di qualità dei terreni preparati

Insegna i test di sterilità e le prove di performance dei lotti di terreno finiti. Gli studenti scartano i terreni scadenti prima che compromettano i risultati sperimentali.

Lezione 4 • Formulazione e preparazione dei terreni

Guida attraverso la pesata, la dissoluzione e la regolazione del pH dei componenti del terreno. Una preparazione accurata garantisce condizioni di crescita riproducibili in tutti gli esperimenti.

Lezione 1 • Metodi di colorazione acido-resistente

Introduce i metodi di Ziehl-Neelsen e Kinyoun per la rilevazione di micobatteri e microrganismi correlati. Gli studenti distinguono le cellule acido-resistenti da quelle non acido-resistenti in strisci misti.

Lezione 2 • Colorazione dei flagelli e metodi di colorazione semplice

Copre la colorazione semplice per una rapida valutazione morfologica e la colorazione dei flagelli per la struttura della motilità. Completa l'insieme di strumenti di colorazione per la caratterizzazione batterica.

Lezione 3 • Colorazione delle endospore e della capsula

Dimostra la colorazione delle endospore di Schaeffer-Fulton e la tecnica di colorazione negativa della capsula. I risultati rivelano caratteristiche strutturali utilizzate nell'identificazione a livello di genere.

Lezione 4 • Preparazione dello striscio e fissazione a caldo

Copre la realizzazione di strisci sottili e uniformi da brodocolture e colonie e la loro fissazione a caldo. Una qualità adeguata dello striscio è un prerequisito per tutte le procedure di colorazione.

Lezione 1 • Mantenimento e conservazione delle colture

Copre la refrigerazione a breve termine, la preparazione di stock di glicerolo e i concetti di liofilizzazione. Gli studenti mantengono colture di riferimento vitali per l'uso durante il corso.

Lezione 2 • Tecnica di isolamento per semina a striscio su piastra

Insegna il metodo della semina a quadrante e le sue varianti per ottenere colonie isolate. La padronanza di questa tecnica consente il lavoro con colture pure in tutti i laboratori di identificazione e fisiologia.

Lezione 3 • Conferma della purezza della coltura

Insegna controlli microscopici e macroscopici per verificare colture costituite da un singolo organismo. Le colture pure sono necessarie prima delle fasi di identificazione biochimica e molecolare.

Lezione 4 • Metodi di semina per inclusione e spatolamento

Copre la semina su piastra basata sulla diluizione per l'isolamento quantitativo e qualitativo. Gli studenti scelgono il metodo appropriato in base al tipo e alla densità del campione biologico.

Lezione 1 • Test di fermentazione dei carboidrati

Insegna l'inoculo e l'interpretazione dei test di fermentazione in brodo al rosso fenolo e con provetta di Durham. I risultati rivelano modelli di utilizzo degli zuccheri critici per l'identificazione degli enterobatteri.

Lezione 2 • Saggi di attività enzimatica

Copre i test della catalasi, ossidasi, ureasi e coagulasi per la differenziazione basata sugli enzimi. Ogni saggio è mirato a una via metabolica specifica utilizzata negli schemi di identificazione.

Lezione 3 • Test del metabolismo di proteine e amminoacidi

Introduce i test dell'indolo, del rosso metile, di Voges-Proskauer e del citrato come pannello coordinato. Il pannello IMViC differenzia bacilli Gram-negativi strettamente correlati.

Lezione 4 • Costruzione di un profilo di identificazione

Integra molteplici risultati biochimici in una tabella di identificazione sistematica. Gli studenti abbinano i profili a database di riferimento e chiavi dicotomiche.

Lezione 1 • Campionamento di superfici ambientali

Insegna i metodi con tampone, piastra da contatto e piastra di sedimentazione per il monitoraggio di superfici e aria. Gli studenti valutano la contaminazione microbica in laboratorio e in ambienti simulati sul campo.

Lezione 2 • Tecnica del numero più probabile

Copre il metodo MPN a tre provette per la stima di popolazioni a bassa densità nei liquidi. Gli studenti applicano l'MPN a campioni di acqua e alimenti che richiedono la rilevazione di coliformi.

Lezione 3 • Metodi di conteggio microscopico diretto

Introduce il conteggio cellulare totale con camera emocitometrica e camera di Petroff-Hausser. Gli studenti distinguono le cellule vive da quelle morte utilizzando coloranti di vitalità.

Lezione 4 • Metodi di diluizione seriale e conta in piastra

Insegna la diluizione seriale decimale e il calcolo della conta in piastra standard da piastre contabili. Un'enumerazione accurata è alla base della sicurezza alimentare, della qualità dell'acqua e della microbiologia clinica.