Curso de Testes Laboratoriais em Hematologia

Aula 1 • Colheita e Manuseamento de Amostras

Ensina a técnica de venipunção, a seleção de anticoagulantes e a prevenção de erros pré-analíticos. A integridade adequada da amostra é o pré-requisito para resultados hematológicos exatos.

Aula 2 • Visão Geral do Equipamento e Instrumentação Laboratorial

Apresenta os microscópios, analisadores automatizados, centrifugadoras e pipetas utilizados em hematologia. A familiaridade com os tipos de equipamento prepara os estudantes para a operação prática em capítulos posteriores.

Aula 3 • Normas de Segurança no Laboratório de Hematologia

Aborda os riscos de exposição a agentes patogénicos de transmissão sanguínea, equipamento de proteção individual e eliminação de resíduos biológicos. O cumprimento das precauções universais é obrigatório antes de iniciar qualquer trabalho na bancada.

Aula 4 • Composição Sanguínea e Biologia Celular

Aborda os eritrócitos, leucócitos e trombócitos: estrutura, função e ciclo de vida. Fornece a base celular necessária para interpretar todos os resultados de análises subsequentes.

Aula 1 • Técnicas de Contagem Celular Manual

Ensina a utilização do hemocitómetro e a contagem diferencial manual como métodos de suporte e verificação. As competências manuais validam os dados automatizados e apoiam contextos com poucos recursos.

Aula 2 • Parâmetros do Hemograma Completo e Intervalos de Referência

Define cada parâmetro do HC, o seu princípio de medição e os valores de referência específicos para idade e sexo. A compreensão dos valores normais é essencial para sinalizar resultados anómalos.

Aula 3 • Funcionamento do Analisador Automatizado

Aborda as tecnologias de impedância, dispersão de luz e deteção por fluorescência utilizadas nos analisadores de HC modernos. Um funcionamento correto garante resultados reproduzíveis e de alto débito.

Aula 4 • Sinalizações do Instrumento e Verificações Delta

Explica as sinalizações de morfologia, sinalizações suspeitas e os critérios de verificação delta gerados pelos analisadores. Os estudantes aprendem a triar resultados sinalizados para revisão manual do esfregaço.

Aula 1 • Métodos de Coloração Especial

Apresenta as colorações supravitais, a coloração de ferro pelo azul da Prússia e o ácido periódico de Schiff para a identificação celular direcionada. As colorações especiais alargam a capacidade de diagnóstico para além da coloração de Wright-Giemsa de rotina.

Aula 2 • Avaliação da Qualidade da Lâmina

Ensina os critérios para espessura aceitável do esfregaço, intensidade da coloração e identificação da zona de monocamada. A rejeição de lâminas de baixa qualidade evita diagnósticos incorretos devido a artefactos de preparação.

Aula 3 • Técnicas de Preparação do Esfregaço Sanguíneo

Aborda os métodos de cunha e de lamela, o volume de sangue ideal e o controlo do ângulo. Uma técnica consistente produz uma zona de monocamada adequada para o exame celular.

Aula 1 • Anomalias de Tamanho e Cor

Aborda a microcitose, macrocitose, hipocromia e hipercromia com as respetivas causas clínicas. As alterações de tamanho e cor são os primeiros indícios morfológicos de doenças nutricionais e hemolíticas.

Aula 2 • Inclusões e Parasitas nos Glóbulos Vermelhos

Aborda os corpúsculos de Howell-Jolly, corpúsculos de Pappenheimer, pontilhado basófilo e parasitas intraeritrocitários. O reconhecimento de inclusões orienta decisões clínicas urgentes e a gestão de infeções.

Aula 3 • Anomalias de Forma e Poiquilocitose

Identifica drepanócitos, eritrócitos em alvo, esquizócitos, eliptócitos e acantócitos com o seu significado diagnóstico. Cada variante de forma aponta para uma fisiopatologia subjacente específica.

Aula 4 • Classificação e Correlação das Anemias

Aplica os índices eritrocitários e a morfologia para classificar as anemias como microcíticas, normocíticas ou macrocíticas. Os estudantes constroem uma abordagem sistemática ao estudo diagnóstico da anemia utilizando dados laboratoriais.

Aula 1 • Avaliação da Leucocitose e Leucopenia

Analisa as causas de contagens de leucócitos elevadas e diminuídas, incluindo infeção, efeitos de fármacos e supressão da medula óssea. Os estudantes aplicam padrões diferenciais para restringir os diagnósticos clínicos.

Aula 2 • Alterações Reativas e Tóxicas

Aborda a granulação tóxica, corpúsculos de Döhle, vacuolização e linfócitos reativos associados a infeção e inflamação. Estas alterações alertam os clínicos para respostas ao stresse sistémico.

Aula 3 • Inclusões e Anomalias Leucocitárias

Identifica bastonetes de Auer, anomalia de Pelger-Huët, grânulos de Chédiak-Higashi e corpúsculos de May-Hegglin. O reconhecimento destes achados distingue anomalias hereditárias de alterações malignas adquiridas.

Aula 4 • Identificação de Blastos e Rastreio de Leucemia

Ensina a morfologia dos blastos, a comunicação da percentagem de blastos e os critérios para notificação urgente ao médico. O reconhecimento precoce de blastos é crítico para o diagnóstico e tratamento atempados da leucemia.

Aula 1 • Estrutura da Hemoglobina e Variantes

Revê os tipos normais de hemoglobina, a composição das cadeias de globina e a base genética das variantes estruturais. Este conhecimento estrutural sustenta a interpretação de todos os métodos de separação da hemoglobina.

Aula 2 • Métodos de Eletroforese de Hemoglobina

Aborda os princípios da eletroforese em acetato de celulose alcalino e ácido, padrões de migração e identificação de bandas. A eletroforese continua a ser o método de referência para a separação de variantes da hemoglobina.

Aula 3 • Teste de Solubilidade para a Doença Falciforme

Ensina os princípios, limitações e requisitos de testes confirmatórios do teste de solubilidade com ditionito de sódio. O teste de solubilidade rastreia a HbS, mas não consegue distinguir entre traço e doença.

Aula 4 • HPLC para Análise de Hemoglobina

Explica a interpretação do cromatograma de HPLC de troca catiónica, os tempos de retenção e a quantificação percentual. O HPLC fornece uma separação de alta resolução e é o método preferido para o rastreio neonatal.

Aula 1 • Morfologia e Estimativa de Plaquetas

Aborda o tamanho normal das plaquetas, a granularidade e os métodos de estimativa no esfregaço para verificar as contagens automatizadas. A avaliação morfológica deteta artefactos de plaquetas gigantes, agregação plaquetária e satelitismo.

Aula 2 • Fundamentos da Via de Coagulação

Revê as vias de coagulação intrínseca, extrínseca e comum e os seus correlatos laboratoriais. O conhecimento das vias é a base para a interpretação do TP, aPTT e estudos de mistura.

Aula 3 • Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada

Aborda o princípio do aPTT, monitorização da heparina e interpretação do estudo de mistura para deficiência de fator versus inibidor. Os resultados do aPTT orientam a dosagem de heparina e o estudo da hemofilia.

Aula 4 • Fibrinogénio, Dímero D e Tempo de Trombina

Aborda a quantificação do fibrinogénio, os princípios do ensaio do dímero D e o tempo de trombina para a avaliação da CIVD e fibrinólise. Estes testes completam o painel de coagulação para patologias hemorrágicas complexas.

Aula 1 • Princípios e Aplicações da Citometria de Fluxo

Aborda os parâmetros de dispersão de luz, painéis de anticorpos conjugados com fluorocromos e estratégias de delimitação para imunofenotipagem de leucemias. A citometria de fluxo estende os achados morfológicos a uma atribuição de linhagem definitiva.

Aula 2 • Correlação com o Aspirado de Medula Óssea

Ensina a avaliação da celularidade da medula óssea, a contagem diferencial e a correlação com os achados do sangue periférico. A avaliação da medula confirma ou expande os diagnósticos sugeridos pelo esfregaço periférico.

Aula 3 • Interpretação Integrada de Casos

Aplica dados de HC, morfologia, coagulação e imunofenotipagem para resolver casos complexos de hematologia. Os estudantes desenvolvem um raciocínio diagnóstico sistemático em todos os domínios centrais de teste.

Aula 4 • Testes de Trombofilia e Hipercoagulabilidade

Aborda os testes de proteína C, proteína S, antitrombina e fator V de Leiden para avaliação do risco trombótico. A calendarização correta dos testes e a evitação da interferência de anticoagulantes são críticas para a exatidão.